【关键词】 造血干细胞 自我更新 基因研究
在机体的一生中，由小部分全能造血干细胞来产生祖细胞与成熟血细胞。为了在如此长的时期内维持造血，造血干细胞（HSCs）具备平衡定向分化与自我更新的能力是至关重要的。自我更新指由亲代细胞分裂而成的两个子代细胞，其中一个保留造血干细胞全部生物学特征，从而维持干细胞池的大小，即干细胞数量与质量的恒定。具备自我更新能力是HSCs的标志性特征，但该过程发生与调控的分子机制尚不明确。在本文中，笔者将综述最近发表的文献，即对影响HSCs自我更新的基因的过表达或敲除的研究，总结目前已知的HSCs自我更新的分子调控子及这些途径相互作用的可能方式。
1 HOX
同源盒（HOX）基因是编码调节拟胚体形成与器官发生的进化上比较保守的一类转录因子，是许多组织，包括造血系统中干细胞发育的一关键调节因子。HOXa5与HOXa10是长期造血干细胞（LT?HSCs）的特异性标志，HOXa2在长/短期造血干细胞（LT?HSCs，ST?HSCs）表面均有表达，HOXa9表达于造血干细胞与种系决定祖细胞［1］。Ferrell等［2］还发现HOXa9与HOXa10可上调Wnt信号通路中Wnt10b与其受体卷曲蛋白1，5（Frizzled1，5）基因的表达。
转录因子HOXb4最早被发现高水平表达于人富含长期培养起始细胞（LTC?ICs）的CD34+CD38-/loCD45RA-CD71-骨髓细胞，而在稍成熟的祖细胞中消失。用逆转录病毒转导HOXb4入小鼠骨髓细胞，经5?FU处理后，在15%FBS，IL?3、IL?6与SCF中培养10～14 d，发现实验组中重建细胞数目增长了40倍，远远高于未转导HOXb4的对照组。由此认为，HOXb4的持续表达在某种程度上可阻止细胞因子诱导的HSCs的分化。Buske等［3］发现HOXb4表达水平升高，导致具有干/祖细胞特性的人脐血细胞数量大大增加，并增强了造血干/祖细胞的增殖活性。扩增后的HSCs具正常造血重建功能、种系分化特异性和LTC?ICs活性。
在小鼠模型中利用Cre/loxP技术将HOXb4基因完全敲除，造血干细胞池的重建会受到影响。Brun等［44］也发现HOXb4缺失小鼠可发生相对正常的造血发育，但存在中度的增殖缺陷。移植HOXb4?/?HSCs的SCID小鼠对5?FU的`耐受增强。对照组与实验组中，小鼠骨髓来源的原始造血祖细胞或集落形成能力并无显著差异，但后者对外源性生长因子的增殖应答降低。且竞争性重建造血分析表明，HOXb4-/-细胞的重建造血能力降低2倍［4］。
2 Bmi?1
Bmi?1是polycomb group（PcG）家族的一员，高表达于小鼠与人原始骨髓细胞。已有研究表明Bmi?1参与调节HSCs的增殖［5］。Bmi?1基因敲除小鼠的研究证实，尽管Bmi?1缺失胚胎胎肝中的HSCs数目维持正常，这种小鼠在出生后2月内死于广泛渐进性的全血细胞缺失，包括原始祖细胞的缺失［6］。Park等［7］用RT?PCR与基因表达分析，发现在造血发育中表达下降的Bmi?1，在纯化的小鼠与人HSCs上高度表达。竞争性再生试验表明，移植自Bmi?1-/-小鼠获得的胎肝细胞与新生骨髓细胞10周后，受体内几乎没有供体来源的成熟造血细胞［7］。这是因为供体来源的HSCs不能进行自我更新。Bmi?１过表达可增强HSCs的对称分裂，介导细胞分裂时保持stemness遗传。而且，Bmi?1表达增强致多潜能祖细胞的体外大量扩增，HSCs体内重建造血能力显著提高。功能丢失分析表明，Bmi?1缺失与HSCs的自我更新缺陷紧密相关［5,8］。
Bmi?1通过调节干细胞命运决定基因、存活基因、抗增殖基因预感细胞相关基因来调控HSCs的自我更新［7］。Park等［7］发现Bmi?1-/-HSCs呈现几种表达在胚胎，神经与造血干细胞的基因的异常表达，以及几种调节细胞循环与凋亡的基因表达的改变，包括细胞周期抑制因子p16INK4a与 p19ARF 的上调及凋亡抑制因子AI?6的下调。这些可能用以解释Bmi?1-/-小鼠体内HSCs的缺失：上调p16INK4a基因与衰老相关；下调AI?6与上调p19ARF可导致细胞凋亡。
3 Shh
Sonic hedgehog（Shh）是一种共价结合胆固醇的分泌形蛋白，在动物发育中发挥重要作用［9］。许多Hh家族成员信号分子参与体外培养时血细胞及内皮细胞的产生，Hh蛋白可刺激定向造血干/祖细胞的增殖。Hh通路变异或用Hh信号抑制剂环杷明处理的金龙鱼胚胎呈现成体造血干细胞形成缺陷［8］。加Hh及Shh中和抗体入含1个SCID重建细胞（SRC）的103CD34+CD38-Lin-细胞培养体系，然后将这些细胞以有限稀释法注入NOD/SCID小鼠体内，7 d后，仍只含1个SRC。用可溶性Shh处理的细胞可在体内产生大量的人造血细胞，表明HSCs应答Hh信号进行自我更新分裂［10］。
已有研究表明，Shh活性与BMP信号相关。Noggin，BMP?4的天然抑制物，可抑制Shh诱导的表型原始的造血细胞的增殖，其模式类似于Hh中和抗体。因此，Shh作为HSCs的一个调节因子，可能与其它转录因子联合作用，依赖于下游的BMP信号［10］。
4 Wnt
Wnt蛋白是另一类重要的干细胞调节因子，通过自分泌或旁分泌发挥作用。已有研究表明，在胚胎及成体造血干/祖细胞发育中，Wnt信号发挥重要的调节作用［9，11］。Feng等也发现在小鼠ES细胞向造血分化时，Wnt?β?连环蛋白（Wnt信号通路的一下游激活子）被下调，表明Wnt信号在小鼠ES细胞向造血分化中发挥作用。将纯化的小鼠Wnt3a加入c?kit+ ThyloSca?1+Lin-小鼠骨髓细胞，随后将之注入致死量照射的小鼠体内，6周后进行多谱系移植分析。发现，HSCs应答纯化Wnt3a经历自我更新［12］。用逆转录病毒将Wnt3转导入hTERT基质细胞，发现其过表达增强Wnt?β?连环蛋白信号，致显著的形态学改变与生长迟缓。共培养2周后，试验组与对照组中CD34+细胞的扩增无明显差别，但实验组的鹅卵石区形成显著减少。
Wnt 可以与Frizzled家族成员或低密度脂蛋白受体相关蛋白（LRP）结合发挥作用，激活该受体复合物可致β?连环蛋白（β?catenin）的累积。活性β?catenin的过表达可产生20～49倍扩增的c?kit+ ThyloSca?1+Lin-表型的细胞［13］。相反，axin（促进β?catenin的降解，进而抑制Wnt信号）或Frizzled配体结合域（阻断可溶性Wnt的结合）的异常表达导致体外培养HSCs的增殖抑制与重建造血能力的减弱［１４］。为了研究Wnt信号在体内内环境是否有活性，Reya等［14］用带GFP 的LEF?1/TCF（lymphoid enhancer factor?1/T cell factor，与β?catenin相互作用，促进靶基因转录）感染HSCs。将其移植入小鼠体内，他们分析表达GFP的HSCs，表明内源性干细胞可应答Wnt信号。他们还观察到β?catenin转导的HSCs表达3～4倍或更高水平的HOXb4与Notch1，表明HSCs自我更新的调节因子间可能存在相互作用。
